Н. Э. Баумана Кафедра терапии и клинической диагностики с рентгенологией Амиров Д. Р., Тамимдаров Б. Ф., Шагеева А. Р. Учебное пособие
жүктеу/скачать 2,36 Mb. Pdf көрінісі
|
Клиническая гематология животных
| 1.8. Методы взятия крови
При взятии крови соблюдают правила асептики и антисептики. Место взятия проб крови тщательно выстригают и протирают ватным тампоном, смо- ченным спиртом или спирт-эфиром - нельзя применять другие дезинфици- рующие средства , так как они разрушают клетки крови. Кровь собирают в чистую, сухую посуду. Во избежание гемолиза, кровь следует набирать по стенке пробирки. При многократном взятии крови, а также при неудавшейся попытке ее получения необходимо менять точки отбора проб крови. Кровь для исследования лучше получать у животных утром до кормления и водопоя. Животные должны быть отдохнувшими и успокоенными. При инфекционных и кровепаразитарных болезнях кровь у животных же- лательно получать во время повышения температуры. Если для проведения анализов требуется небольшое количество крови, то её получают из мелких кровеносных сосудов. Для морфологического исследования крови необходимо взять несколько капель крови. При этом кровь необходимо брать из определённых кровеносных сосудов: у крупного и мелкого рогатого скота, лошадей, свиней, кроликов из краевой ушной вены; у плотоядных из сосудов уха; у кур из сосудов гребешка или серёжек; у водоплавающих из сосудов плавательной перепонки; у крыс и мышей – из хвоста, отрезая нагретый до 30° его кончик. Большое влияние на показатели крови оказывает кормление, перевозбуж- дение животного (особенно во время фиксации), физические нагрузки, приме- нение фармакологических препаратов (так глюкокортикокоиды способны по- вышать СОЭ, а некоторые антибиотики, анальгетики – снижать гемоглобин и вызывать гемолиз), рентгенологических исследований, физиотерапевтические процедуры, воздействие токсических препаратов. Большое значение имеют факторы внешней среды и особенно биогеоценотических провинций. Повтор- ные исследования желательно проводить в одни и те же часы, поскольку мор- фологический состав крови подвержен колебаниям на протяжении суток. У мо- ногастричных животных кровь берут до кормления в утренние часы, у жвачных – утром через 4 часа после кормления. При клиническом лабораторном анализе исследуют цельную кровь, плаз- му и сыворотку. Для получения плазмы крови (Рис. 2) кровь с антикоагулянтом центрифу- гируют 20-30мин при 2000-3000об./мин. Для отделения сыворотки пробирки с кровью без антикоагулянта ставят в теплое место до полного отделения сыворотки. Сыворотка крови отличается от плазмы отсутствием в ней фибриногена. 20 Для получения цельной крови или плазмы ис- пользуют вакуумные пробирки (где содержится ан- тикоагулянт), или в чистую пробирку предвари- тельно вносят антикоагулянт (противосвертываю- щее средство). В расчете на 15-20мл крови берут: 2- 3 капли 1%-го раствора гепарина или15-20мг натрия лимоннокислого или щавелевокислого, или 3-4 кап- ли 10%-го раствора трилона Б (ЭДТА - натрия эти- лендиаминтетраацетат) Механизм воздействия ве- ществ различен. Гепарин, в качестве кофактора уча- ствует в формировании в плазме комплекса тром- бин-антитромбин 3, в результате чего тромбин, ока- зываясь связанным, становиться, неспособным пе- реводить фибриноген в фибрин, в результате кровь не сворачивается. Трилон Б, связывая кальций крови, блокирует коагуляцию. Необходимо строго соблюдать дозировку антикоагулянтов, т.к. избыточ- ная их концентрация вызывает в крови различные изменения вплоть до гемоли- за, а недостаточное их количество может привести к свертыванию крови. Так, Трилон Б - наиболее распространенный антикоагулянт при исполь- зовании автоматических гематологических анализаторов. Его концентрация должна составлять 1,5-2,2мг/мл крови. Недостаток антикоагулянта приводит к образованию микросвертков, избыток повышает осмотическое давление, вслед- ствие чего форменные элементы крови сморщиваются. Важно помнить, что в целях лучшего перемешивания крови с антикоагу- лянтом пробирку осторожно перевертывают не менее 20 раз, предварительно закрыв пробкой (ватным тампоном), но не взбалтывают. При взятии крови в больших количествах (колбочки), с этой же целью, сосуд покачивают, создавая вращение жидкости. Для получения сыворотки, кровь без антикоагулянта, ставят в теплое место до полного отделения сыворотки (Рис.3). В случаях приклеивания сгустка крови к стенке пробирки проводят обводку для от- деления его от стенки, используя при этом проволоку, мандрену или спицу. Антикоагулянт влияет на формен- ные элементы крови, для исключения спонтанной агрегации тромбоцитов иссле- Рисунок 2. Получение плазмы крови Рисунок 3. Получение сыворотки крови 21 дования рекомендуется проводить не позже 0,5 часа, либо спустя 6 часов от момента взятии крови (время адаптации тромбоцитов к антикоагулянту). Цельную кровь, плазму хранят в холодильнике при температуре 4-8 0 С не более 1 суток. Длительное хранение приводит к набуханию клеток и, как след- ствие, к артефициальному изменению параметров, связанных с их объемом. Та- кие изменения у здоровых животных критического значения не имеют, но при патологических состояниях изменяются более резко, что приводит более боль- шим отклонениям при исследовании. При транспортировке проб крови используются герметичные пробирки и специальные транспортные изотермические контейнеры. В зависимости от целей исследований и вида животных кровь получают из капилляров, крупных кровеносных сосудов или непосредственно из сердца. Важно помнить, что независимо от вида животных, места взятия крови животных необходимо надежно фиксировать. При получении из капилляров (уха) кровеносный сосуд пересекают иглой поперек, т.к. при продольном проколе стенки сосудов быстро соединяются и кровь не поступает в рану. Для забора капиллярной крови используют иглы скарификаторы или обычные хирургические иглы для инъекций, предваритель- но похлопать (стряхивая остатки волос и пыли) помассировать место прокола для создания стойкой гиперемии. Прокол кожи должен быть достаточно глубо- ким (3-5мм), но зависит от толщины кожи и количества требуемой крови. Пер- вую каплю следует удалить, т.к. она содержит элементы тканевой жидкости и место прокола необходимо обсушить, иначе вторая капля будет растекаться. Выступающая капля должна стоять куполом, это удобно для ее последующего насасывания. Вторую каплю берут для определения тромбоцитов. Из следую- щей капли крови делают мазки, затем последовательность может быть любая (СОЭ, ретикулоциты, определение гемоглобина и т.д.). По окончании процеду- ры взятия крови прикладывают ватный спиртовый тампон. При взятии из гребня взрослых кур, обработанную кожу у края гребня прокалывают иглой или отстригают кончик края гребня или сережки при взя- тии большого количества пробы крови (4-5мл). Кровотечение останавливают, пережав кончик гребня тампоном или обычной прищепкой. Забор крови из яремной вены возможен у большинства видов, включая маленьких птиц, вроде канареек и волнистых попугаев, но затруднено у голубей, т.к. у них довольно диффузное сплетение вен вместо одной большой. При взятии из крыловой (плечевой) вены зафиксированной птице рас- правляют крыло (Рис. 4). Место взятия (ближе к локтевому суставу) на внут- ренней стороне плечевой кости выщипыванием очищают от мелких перьев и пуха. После прокола и сбора крови проводят тампонирование. Также кровь 22 можно получить из большой плюсневой и/или медиальной метатарзальной вен, и непосредственно из сердца, зафиксировав в спинном положении. У попугаев кровь получают из пальца нижней конечности. Метод взятия из крыловой вены приводит к обильному кровотечению и гибели птицы. Рисунок 4. Взятие крови у птиц из крыловой (плечевой) вены (а) и большой плюсневой вены (б) У мелких животных (норки, нутрии, крысы, мыши, хомячки) кровь мож- но получить, обрезав кончик хвоста ножницами (предварительно разогреть хвост, опустив его в воду с температурой 40-45 0 С), из десен. Также у мелких животных и птиц кровь можно получить из капилляров уха, из мякишей пальцев (ступни), непосредственно из сердца. Из ушных вен - крупный рогатый скот, свиньи, кролики, соболь. У плотоядных животных кровь получают из подкожной вены предплечья или вены сафена. У сельскохозяйственных животных кровь получают из яремной вены, а также, у крупного рогатого скота - из хвостовой артерии или вены (Рис. 5, 6). Рисунок 5. Взятие крови у крупного рогатого скота из хвостовой артерии 23 Рисунок 6. Взятие крови у мелкого рогатого скота (а) и альпака (б) из яремной вены У свиней также для отбора проб крови используют: ушные вены (лате- ральная или центральная), орбитальный (глазной) венозный синус, у поросят массой менее 20 кг - грудное венозное сплетение (Рис. 7). Рисунок 7. Взятие крови у свиней из краниальной половой вены (а) и орбитального венозного синуса (б) 24 Кровь для исследования у рыб берется из сердца, хвостовой артерии (Рис. 8), культи хвоста или жаберных вен. Выбор способа взятия крови зависит от размера рыбы и объема, необходимого для анализа. Рисунок 8. Взятие крови у рыб: из хвостовой артерии. При заборе крови у водных рептилий, как и у рыб, необходимо участок, используемый для пункции, высушивать - в противном случае образцы могут гемолизироваться и контаминироваться. Рисунок 9. Фиксация и взятие крови у змеи из хвостовой артерии. При работе с рептилиями, более адекватна пункция вентральной хвосто- вой артерии, вследствие ее доступности (Рис. 9, 10). Таким способом осуществ- ляют забор крови у змей, ящериц, крокодилов и кайманов. У черепах кровь по- 25 лучают при укорочении когтей, пункции яремной вены, из сердца, плечевых и бедренных вен, вентральной и дорзальной копчиковых вен, затылочного веноз- ного синуса (Рис. 11). Рисунок 10. Фиксация и взятие крови у игуаны из яремной вены (а) и хвостовой артерии (б). Рисунок 11. Фиксация и взятие крови у черепахи из дорзальной копчиковой вены (а) и затылочного венозного синуса (б). У морских млекопитающих (дельфинов и ластоногих) отбор крови осу- ществляют из крупных сосудов (артерии или вены) хвостового плавника (Рис. 12), у тюленей – из внутрипозвоночной (экстрадуральной) вены при помощи иглы для спинномозговой пункции. 26 Рисунок 12. Взятие крови у дельфина из сосуда хвостового плавника Собранная в пробирки кровь должна быть доставлена в лабораторию. По- сле попадания в пробирку образец крови имеет ограниченный срок стабильно- сти (зависит от консерванта и от условий доставки/хранения). Стабилизирован- ную кровь при сохранении её в холодильнике можно использовать для подсчё- та количества эритроцитов и лейкоцитов в течение 72 часов, для приготовления мазков – до 24 часов. жүктеу/скачать 2,36 Mb. Достарыңызбен бөлісу:
|