Задачи и приемы биотестирования токсичности водной среды

Задачи и приемы биотестирования токсичности водной среды

В последние десятилетия задачи выявления присутствия в водной среде посторонних веществ по их эффекту на водные организмы и оценки уровня эффекта сфомировали самостоятельное исследовательское направление. Необходимость подобных исследований возникает в связи с определением загрязненности водоемов, токсичноти специальных сред, с разработкой средств борьбы с вредными организмами и гидробионтами-обрастателями.

В выявлении антропогенного загрязнения водной среды наряду с химико-аналитическими методами находят применение приемы, основанные на оценке состояния сообществ и отдельных особей гидробионтов, подвергающихся воздействию загрязненной среды. Их применение вызвано технической усложненностью и ограниченностью информации, которую могут предоставить химические методы. Кроме того, гидрохимические и химико-аналитические методы могут оказаться неэффективными из-за недостаточно высокой их чувствительности. Живые организмы способны воспринимать более низкие концентрации веществ, чем любой аналитический датчик, в связи с чем биота может быть подвержена токсическим воздействиям, не регистрируемым техническими средствами.

Биологические приемы разделяют на методы биоиндикации и биотестирования. Биоиндукация предусматривает выявление уже состоявшегося или происходящего загрязнения водоема по функциональным характеристикам его обитателей и экологическим характеристикам сообществ организмов (Жукинский и др., 1980; Макрушин, 1974; Shannon, Weaver, 1963). Однако разработка единой системы показателей токсического загрязнения водоемов встречают серьезные трудности (Брагинский, 1981, 1985; Coull et al., 1981; Warwick, 1981). Очевидные изменения в видовом составе сообщества водоемов быстро происходят в случае заморных сбросов, когда результаты отравления наглядно выявляются и без применения специальных систем. Постепенные же изменения видового состава формируются в результате длительного отравления водоема, и явными они становятся в случае далеко зашедших изменений. Видовой состав гидробионтов из загрязняемого водоема служит итоговой характеристикой токсилогических свойств водной среды за некоторый промежуток времени и не дает ее оценки на момент исследования. В холодное время года систе6мы биологической индикации вообще не могут быть применены.

В развитие подходов с позиций индикации и гидрохимии разрабатываются методы косвенной оценки состояния биоты по ее способности влиять на химические или физико-химические параметры водной среды (Налетова, Владимирская, 1977; Филенко, Балабанова, 1978; Телитченко, Грановская, 1984).

Пристальное внимание в настоящее время уделяется приемам токсикологического биотестирования, т.е. использования в контролируемых условиях биологических объектов в качестве средства выявления суммарной токсичности водной среды (Биоиндикация и биотестирование ....., 1986; Комплексные методы...., 1986; Обобщенные показатели...., 1983; Теоретические вопросы...., 1983). Как таковое биотестирование представляет собой методический прием, основанный на оценке действия фактора среды, в том числе и токсического, на организм, его отдельную функцию или систему организмов (Филенко, 1985).

Биотестирование с применением гидробионтов может быть использовано для оценки токсичности загрязняемых природных вод, контроля токсичности сточных вод, ускоренной оценки токсичности экстрактов, смывов и сред с санитарно-гигиеничекими целями, для проведения химического анализа в лабораторных целях. Некоторые из методов уже используются для решения практических задач (Строганов и др.. 1979; Cairns, Cruber, 1980).

В зависимости от поставленных задач оказываются различными требования к методам и всей системе биотестирования.

В качестве объектов для биотестирования применяются разнообразные организмы - бактерии, водоросли, высшие растения, пиявки, дафнии, моллюски, рыбы и др. (Галактионов, Юрин, 1983; Шаланки, 1985; Cairns, Cruber, 1980; Van der Schalie et al., 1979). Каждый из этих объектов заслуживает внимания и имеет свои преимущества, но ни один из организмов не мог бы служить универсальным объектом, самым чувствительным ко всем веществам и применимым для разных целей в равной степени. В связи с этим для гарантированного выявления присутствия в природных водах токсического агента неизвестного химического состава должен использоваться набор объектов, представляющих различные группы водного сообщества. С введением каждого дополнительного объекта эффективность схемы испытаний повышается, однако нет смысла бесконечно расширять ассортимент обязательных объектов для использования в такой оценке. Оптимальной может быть система, включающая в качестве тест-объектов по одному виду водных растений, беспозвоночных и рыб (всего 3-5 видов), состояние которых оценивается по параметрам, относящимся к разным уровням интегральности.

Для каждого из уровней могут быть выделены частные и интегральные тест-функции. Интегральные параметры характеризуют состояние системы соответствующего уровня наиболее обобщенно, давая суммарный ответ о состоянии системы. Так, для отдельной физиологической функции интегральными оказываются параметры, непосредственно характеризующие деятельность этой функции, а частными - биохимические, клеточные, гистологические характеристики. Для организма к интегральным могут быть отнесены характеристики выживаемости, роста, плодовитости, а физиологические, биохимические, гистологические и прочие параметры относятся к частным. Интегральными для популяций являются параметры численности, массы, а для экосистем - характеристики видового состава, активности продукции и деструкции органического вещества. Характеристика выживаемости гидробионтов на этих уровнях оказывается частным параметром. Попытка судить о состоянии интегральных параметров по динамике частных всегда подвержена риску существенной количественной ошибки. такой риск может быть снижен одновременным применением комплекса методов биотестирования.

Надежность получаемого в соответствии с целью исследования ответа снижается по мере удаления системного уровня тест-функции от уровня моделируемого процесса или явления. Биохимический параметр организма, например, надежно характеризует функцию конкретной ферментной системы, с некоторой степенью вероятности может оценивать состояние организма в целом и практически бесполезен для оценки экологической ситуации в водоеме.

Для параметров, принадлежащих к различным биологическим уровням, общая тенденция заключается в том, что с увеличением интегральности повышается “экологический реализм” теста, но обычно снижается его оперативность и чувствительность. Функциональные параметры оказываются более лабильными, чем структурные, а параметры клеточного и молекулярного уровней проигрывают в отношении чувствительности, оперативности и воспроизводимости.

Применение методов, основанных на учете частных параметров, целесообразно в следующих случаях:

- когда объект используется для выявления только факта токсического загрязнения без глубокого анализа его характера и экологического прогноза;

- когда объект используется для выявления в среде конкретного токсического агента, влияние которого на исследующую тест-функцию хорошо известно, и существует устойчивая количественная взаимосвязь между концентрацией агента и ответом тест-функции;

В контроле качества среды находят применение частные параметры гидробионтов практически любого уровня. Совершенствования методов биотестирования возможно в следующих направлениях:

- повышение чувствительности методов по уровню выявляемых концентраций и по оперативноти ответа тест-функции;

- выявление специфичности ответных реакций на различные группы химических агентов;

- повышение воспроизводимости количественных характеристик тест-реакций на токсичность;

- повышение экологической информативности тест-объекта за счет выбора наиболее высокого уровня системности (при обеспечении вышеуказанных условий);

- упрощение регистрации изменений тест-функций.

Для контроля состояния самого тест-объекта необходима периодическая постановка опытов с некоторым стандартным токсикантом в одной и той же концентрации. Фактически ставится вопрос о необходимости проведения второй контрольной серии. Если традиционный контроль служит для оценки влияния общих условий испытания на состояние тест-объектов и параметры тест-функций, то второй контроль позволяет оценить изменение реактивности тест-объекта на стандартное токсическое воздействие. В качестве стандартного токсиканта может быть избрано простое и стабильное вещество. В частности, для этих целей рекомендуется бихромат калия К₂ Cr₂ О₇ (Dorn et al.,1987). Характер изменения устойчивости дафний к хлориду меди в зависимости от сезона показан на рис. 1. Естественная изменчивость устойчивости должна учитываться при биотестировании.

Представляемые методы оказываются пригодными для различных целей. Некоторые из представленных методов проходили апробацию при оценке сточных, природных вод и сред в производственных или полевых условиях.
Биотестирование использованием водорослей.

1.1.Принцип методики. Методика основана на определении изменения интенсивности размножения водорослей при воздействии токсических веществ, содержащихся в тестируемой воде, при сравнению с контролем. Показателем интенсивности размножения является коэфицент прироста численности клеток водорослей.

Кратко временное биотестирование –96ч- позволяет определить острого токсического действия тестируемой воды на водоросли, а длительное –14 сут – хронического токсического действия.

Критерием токсичности является достоверное снижение коэффициента

Прироста численности клеток в тестируемой воде по сравнению с контролем.

( ).

1.2. Характеристка тест- объектов.

1.2.1.Сценедесмус как тест-объект. Систематическое положение:

Отдел Chlorophyta

Класс Euchlorophycea

Порядок Chlorococcales

Семейство Scenedesmaceae

Подсемейство Scenedesmoideae

Род Scenedesmus Meyen

Вид Scenedesmus quadricatida (Turp.) Breb

Данный вид относится к ценобиальным организмам. Ценобии 2 ,4 реже 8-16 –клеточные, в виде плоских пластинок. Клетки удлиненно – овальные, с закругленными концами. Краевые клетки имеют два отогнутых наружу рога. Оболочка гладкая. Размеры клеток 7-432,5-16 мкм. Размножение автоспорами. Автоспоры в материнской оболочке располагаются пучком, после освобождения разворачиваются в виде пластинки. Иногда (особенно в условиях культуры) вместо ценобиев образуются отдельные клетки. Вид широко распространен в разнообразных биотопах, главным образом в планктоне пресных водоемов.

4.2.2. Хлорелла как тест объект. Систематическое положение:

Отдел Chlorophyta

Класс Euchlorophyceae

Порядок Chlorococcales

Семейство Chlorellaceae

Подсемейство Chlorelloideae

Род Chlorella Beijer

Вид Chlorella vulgaris Beijer

Хлорелла относится к одноклеточным водорослям. Клетки шаровидные, с тонкой оболочкой, без слизи. Хроматофор чашевидный, с пиреноидом. Размножение автоспорами, образующимися по 4-8, реже 16 и освобождающимися через разрыв материнской оболочки. Диаметр клеток 4,2-10,5 мкм . Широко распространенный вид.

4.3 Культивирование водорослей. Водоросли выращивают на искусственной питательной среде Успенского № 1 (табл. ).

Состав питательной среды

Раствор микроэлементов вносят в среду после стерилизации, перед посевом.

Для биотестирования готовят отдельно по 100 мл раствора каждой соли (табл. ). Питательную среду, растворы отдельных солей и микроэлементов в автоклаве в течение 45-60 мин при 1 атм. Колбы для культивирования водорослей стерилизуют сухим жаром в течении 1 ч при 180⁰ С.

Культуру водорослей вносят в стерильную колбу с питательной средой в количестве, дающем светло-зеленое окрашивание. После посева колбу закрывают стерильной ватно-марлевой пробкой и колпачком из пергаментной бумаги. Культивируют водоросли при круглосуточном освещении лампами дневного света, размещенными на расстоянии 30-40 см от поверхности культуры, освещенность 2000-3000 лк. Водоросли можно выращивать на окне при естественном освещении, защищая их от прямых солнечных лучей. Культуру водорослей периодически перемешивают, встряхивая 1-2 раза в сутки. Оптимальная температура для выращивания водорослей 18-20⁰ С.

4.4 Условия биотестирования. Для посева используют 5-7-суточную культуру водорослей, находящуюся в стадии экспоненциального роста. Перед биотестированием ее сгущают фильтрованием через мембранный фильтр № 4 или фильтровальную бумагу (синяя лента) с помощью аппарата Зейтца. Клетки можно также сконцентрировать отстаиванием культуры и последующим отсасыванием среды из колбы.

С фильтра водоросли переносят в колбы с 30-50 мл контрольной воды. Проверяют численность суспензии клеток, которую используют для посева. Численность клеток в суспензии должна составлять 5-10 млн. кл/мл.

Для подсчета численности клеток используют счетную камеру Горяева или Фукс-Розенталя. Камеру и относящееся к ней покровное стекло обезжиривают, покровным стеклом накрывают камеру и притирают его до образования радужных колец интерференции. Из каждой колбы пипеткой наносят по одной капле тщательно перемешанной суспензии на верхний и нижний края покровного стекла. Камеру заполняют так, чтобы не образовались пузырьки воздуха, избыток суспензии вытесняется по канавкам. Просматривают 16 квадратов по диагонали или все поле камеры в случае малой численности водорослей (при одном заполнении камеры просчитывают не менее 50 клеток). Из каждой колбы просматривают не менее трех проб. Вычисляют по формуле количество клеток водорослей в 1 мл суспензии

М=

где m - количество подчитанных клеток; n – количество просчитанных маленьких квадратов камеры; V – объем части камеры, имеющей площадь маленького квадрата.

4.5. Процедура биотестирования. Объем пробы сточной или природной воды 0,5 л . При кратковременном биотестировании сточной воды в колбы емкостью 250 мл наливают по 100 мл контрольной или тестируемой воды. Повторность двухкратная. В каждую колбу пипеткой добавляют по 0,5 мл сгущенной культуры водоросли, по 0,1 мл каждого солевого раствора и раствора микроэлементов (табл ).

Колбы закрывают ватно-марлевыми пробками, их содержимое тщательно перемешивают и в каждой колбе определяют исходную численность клеток, котрая должна составлять 25-50 тыс. кл/мл. Колбы помещают в люминостат или в хорошо освещенное место, защищенное от прямых солнечных лучей.

Через 96 ч биотестирование заканчивают. В каждой колбе учитывают численность клеток для определения наличия острого токсического действия сточной воды.

При длительном биотестировании воды из контрольного или других растворов водного объекта проводят те же операции, что и при кратковременном биотестировании. Первый учет численности клеток водорослей производят через 96 ч от начала биотестирования, чтобы определить наличие острого токсического действия тестируемой воды.

При отсутствии острого токсического действия биотестирование продолжают. На 7-е сутки от начала биотестирования производят смену контрольной и тестируемой воды на свежеотобранную. Для этого в новую партию колб емкостью 250 мл наливают по 75 мл контрольной или тестируемой воды из свежеотобранной пробы, в каждую колбу добавляют выше указанное количество растворов солей и микроэлементов.

Тщательно перемешивают содержимое колб, в которых проводили биотестирование в течение первых 7 сут. Пипеткой с резиновой грушей отбирают из содержимого каждой колбы по 25 мл, переносят соответственно в свежеприготовленные растворы и перемешивают. Затем в каждой колбе определяют численность клеток и продолжают биотестирование еще в течение 7 сут. Через 14 сут. устанавливают, оказывает ли тестируемая вода хроническое токсическое действие на водоросли.

4.6. Обработка и оценка результатов. Для определения наличия острого или хронического действия тестируемой воды на водоросли расчитывают коэффициент прироста численности клеток водорослей в контроле и тестируемой воде

К=N _t/ N ₀,

где N _t – численность клеток водорослей в контроле или в тестируемой воде через учитываемый промежуток времени t, кл/мл; N ₀ – исходная численность клеток, кл/мл.

При длительном биотестировании N ₀ в контрольной и тестируемой воде определяют на седьмые сутки, после того как произведена смена воды.

Используя приемы статистической обработки, описанные в пункте 3.1.6. устанавливают достоверность различия между коэффициентом прироста численности клеток в контроле и тестируемой воде. Достоверное снижение коэффициента прироста численности клеток в тестируемой воде по сравнению с контролем свидетельствует о наличии острого или хронического токсического действия тестируемой воды на водоросли.

Результаты биотестирования записывают по форме, указанной в табл.

4.7. Оборудование, материалы, реактивы. Используется обычное лабораторное оборудование, приборы, посуда и реактивы, в том числе:

автоклав по ГОСТ 9586-75;

аппарат Зейтца или другой фильтровальный аппарат;

дозаторы пипеточные на 0,1 и 0,5 мл П1 поТУ 64-1-3329-81;

камера счетная Горяева или Фукс-Розенталя по ТУ 64-1-816-77;

люминостат;

микроскоп биологический “Биолам”;

фильтры мембранные № 4.

АЛГОЛОГИЧЕСКИЙ МЕТОД ОПРЕДЕЛЕНИЯ ОЦЕНКИ

ТОКСИЧНОСТИ ПОВЕРХНОСТНО АКТИВНЫХ ВЕЩЕСТВ.
Микроскопические водоросли служат традиционными организмами, которые используют для биоиндикации разного типа антропогенных воздействии. С помощью альгологического теста можно проводить экспертизу сравнительной токсичности различных субстратов химических веществ и их смесей, в том числе и поверхностно-активных веществ. Результаты, полученные при исследовании водорослей обладают специфической чувствительностью к экологическим фактором и достаточно хорошо воспроизводимыми реакциями. Водоросли характеризуются небольшой продолжительностью жизни, что позволяет проследить действие изучаемого фактора на несколько поколений и оценить эффект последствия. Они хорошо растут в лабораторных условиях на искусственных средах.

Подготовка материала и оборудования. При культивировании микроскопических почвенных водорослей применяют твердую или жидкую питательную среду Бристоль в модификации Голлербаха следующего состава (в г/л дистиллированной воды): NaNO₃ - 0,25; KH₂PO₄ - 0,25; MgSO₄ х 7H₂O - 0,15; CaCl₂ - 0,05; NaCl - 0,05; FeCl - cледы (3 капли 1% раствора на 1 л). При приготовлении твердых агаровых сред в полученный раствор добавляют 8,0 г агар-агара. Водородный показатель Среды (рН) должен составлять 7,0-7,6. Питательную среду стерелизуют в автоклаве в течение 45-60 мин при давлении 0,1 МПа/1 кг/см².

Необходимую для работы посуду стерилизуют сухим жаром в течение 2 ч при температуре 160-165⁰С. Кварцевый или обычный речной песок просеивают через сито с диаметром отверстий 1 мм, тщятельно промывают вначале водопроводной, затем дистиллированной водой до тех пор, пока сливаемая вода не будет прозрачной, и прокаливают в течение 6-8 ч в сушильном шкафу при температуре 160-165⁰С. Мембранные фильтры перед использованием кипятят 5 минут в дистиллированной воде в объеме 250 см³ и промывают 3-4 раза свежими порциями дистиллированной воды.

В качестве теста-организма применяют альгологически чистые (одновидовые) культуры микроскопических водорослей. Выбор конкретной тест-культуры зависит от целей и задач исследований (например, для последующей экстраполяции полученных результатов на высшие растения желательно использовать зеленые водоросли, которые по своей физиологии ближе к высшим растениям, чем водоросли других отделов), наличия банка альгологически чистых культур, их чувствительности к изучаемым факторам и т.д. Альгологически чистые культуры почвенных микроскопических водорослей можно получить из коллекции Биологического института Ленинградского университета, лаборатории альгологии Ботанического института АН РФ (г. Санкт-Петербург), кафедра ботаники Кировского сельскохозяйственного института, Башкирского государственного педагогического института (г. Уфа).

При оценке альготоксичности поверхностно-активных веществ по отношению к группировкам почвенных водорослей рекомендуется использовать в качестве тест-организма азотофиксирующие синезеленые водоросли Носток линккиа и Анабаена вариабилис. Выбор данных видов обусловлен следующим. Из 4 основных отделов водорослей (зеленых, синезеленых, диатомовых, желтозеленых), представители которых чаще всего встречаются в почве, наиболее чувствительны к ПАВ синезеленые, желтозеленые и диатомовые. Из них на твердых питатательных средах лучше растут синезеленые (Носток линккиа и Анабаена вариабилис). Эти широко распространенные виды встречаются повсеместно как в целинных, так и в пахотных почвах. Кроме того как азотофиксаторы они играют значительную роль в азотном балансе почвы. На твердых питательных средах Носток линккиа и Анабаена вариабилис образуетбыстро и сравнительно равномерно растущие во все стороны распростертые колонии с хорошо заметными границами, удобными для наблюдений.

Перед началом экспериментов из музейных культур получают накопительные. Для этого готовят агаризованную среду, стерилизуют и разливают по стерильным чашкам Петри. На поверхность застывшего агара наносят небольшое количество музейной культуры и инкубируют при комнатной температуре на свету. Через 10-15 суток поверхность агара зарастает макроколонией водоросли, в дальнейшем накопительная культура используется для работы.

Проведение испытаний. В стерильные чашки Петри вносят по 50 г кварцевого или речного песка, увлажняют раствором, состоящим из питательной среды и испытуемого препарата в соответствующих концентрациях. Раствор вносят в таком количестве, чтобы при наклоне чашки на 30-35⁰ он выступал из песка. В контрольных чашках песок увлажняется только питательной средой.

На поверхность увлажненного песка в каждой чашке раскладывают по 4 мембранных фильтра. Между фильтрами и поверхностью песка не должны оставаться пузырьки воздуха, затрудняющие контакт фильтра с раствором.

Из накопительной культуры стекляным буриком диаметром 3 мм вырезают участок ее макроколонии вместе с тонким слоем агара и помещают в чашки Петри на середину мембранных фильтров. При внесении тест-культуры вырезанный блок помещают на фильтр водорослевым слоем, чтобы ускорить контакт исследуемого раствора с объектом. Чашки инкубируют на свету при комнатной температуре в течение 10-20 суток в зависимости от скорости роста культуры. Исходную влажность поддерживают питательной средой.

Токсичность ПАВ и их смесей устанавливают по степени воздействия препарата на жизнедеятельность тест-организма. В качестве показателя характеризующего жизнедеятельность используют скорость роста колоний на мембранных фильтрах. Измерение диаметров колоний проводят через каждые двое суток, что позволяет оценить динамику роста и характер влияния на нее изучаемых факторов. Если колония имеет неправильную форму, то рассчитывают среднее значение ее диаметра из нескольких измерений. Опыт снимают в тот момент, когда хотя бы одна из колоний достигнет размера фильтра.

Степень влияния фактора оценивают по соотношению среднего значения диаметра колоний тест-культуры в опытных вариантах к среднему значению диаметров колоний в контроле:

К = Д_оп / Д_конт, где

К - коэффициент влияния, показывает степень влияния изучаемого фактора на скорость роста колоний;

Д_оп - среднее значение диаметров колоний в опытном варианте;

Д_конт - среднее значение диаметров колоний в контроле;
Биотестирование токсичности тяжелых металлов с помощью водорослей
Хлореллы - одноклеточная зеленая водоросль, относящаяся к классу Протококновых. Клетки хлореллы имеют шаровидную или эллипсоидную форму: их диаметр у разных видов колеблется от 1,5 до 15 мкм.

Хорошая изученность хлореллы, методических приемов работы с этим объектом, возможность использовать генетически однородного материала, оценки действия факторов сразу по нескольким тестам позволяют рекомендовать хлореллу в качестве тест-объекта для исследования мутагенности факторов среды.

Успешное использование хлореллы при оценке мутагенности факторво космического полета обусловило ее включение в тест-систему для изучения генетической опасности загрязнения окружающей среды.

При определении мутагенности факторов среды целесообрзно использовать методы микро- и макроколонии. Эти методы позволяют оценить физиологическое состояние и мутабильность культуры по семи тестам: выживаемость, сроки гибели клеток, среднее число автоспор, длительность клеточного цикла частота нарушений в автоспорообразовании, частота мутивирования, скорость роста культуры.

Значительную роль в загрязнении биосферы играют соли тяжелых металлов, выпускание которых вблизи индустриальных центров повысилось в десять тысяч раз по сравнению с районами, удаленными от промышленных предприятий. Немалую долю промышленных отходов составляют соли кадмия и цинка. Накапливаясь в растительных и животных клетках, они приводят к весьма существенным нарушениям в жизнедеятельности животных и человека, а иногда и к летальному исходу.

Материалы и оборудование: Культуры водоросли хлореллы, стеклянные сосуды, стандартные срезы Тамийя для выращивания хлореллы, микроскоп, ZnCl₂ в разных концентрациях, агар, чашки Петри.

Ход работы: Водоросли выращиваются в стеклянных сосудах на срезе Тамийя при постоянной продувке воздухом и круглосуточном освещении. В срезу добавляют хлористый цинк (ZnCl₂) в концентрациях 5 х 10^-5, 1 х 10^-4, 1 х 10^-3, 5 х 10^-3, 5 х 10^-2, 5 х 10^-1 М. Исходная плотность культуры составляют 0,2 х 10⁶ клеток/мл через каждые 2-3 сутки определить прирост культуры и для поддержания оптимальных условий роста разбавить ее до исходной плотности. После выращивания 14 суток только возможно оценить действия хлорнистого цинка на клетки водорослей. Выживаемость клеток в разных ???????? и каждый 2-?????заполнить таблицу и рисовать график.

По выживаемости клеток хлореллы в разных концентрациях ZnCl заполнять таблицы и рисовать график.

Таблица № 10

Концентрация ZnCl2	Число клеток 1 мл суспензии (млн)
моль (М)	4 сутки	6 суток	8 суток	12 суток	16 суток
Контроль 1 х 10-1 1 х 10-2
5 х 10-3
1 х 10-4
5 х 10-5

После завершения работы с помощью полученных данных производится графическое изображение числа клеток в 1 мл суспензии и заполняется таблица № 10.

Биотестирование содержания гербицидов в водной среде с помощью

микроводорослей

Сельскохозяйственное производство основано на применении различных продуктов химической промышленности и, в частности, гербицидов.

Норфлуразон - это гербицид пиридазинонового ряда. Пиридазиноны обладают множественным действием на фотосинтетический аппарат растений. В сельскохозяйственной практике эти соединения используются как предпосевные гербициды против широколиственных сорняков.

Хламидомонада - почвенная одноклеточная зеленая водоросль, представляет собой удобную модель для решения ряда генетических вопросов, в том числе выявления биологических эффектов действия химических препаратов.